История болезни собаки наружный отит

Наружный отит – это воспаление наружного слухового прохода, который находится между отверстием данного прохода и барабанной перепонкой, одна из самых распространенных патологий у собак [1,8]. Нередко заболевание переходит в хроническую форму, а его длительность достигает трех и более лет [2].

В патогенезе отитов у собак, как правило, значимую роль играют возбудители бактериальных и грибковых инфекций, которые заселяют наружный слуховой проход [1,4].

Важным моментом при лечение отитов является выделение и идентификация возбудителей болезни с целью изучения их биологических свойств, в том числе чувствительность к антибактериальным препаратам.

Применение антибиотиков «в слепую», без изучения их активности в отношении возбудителей воспалительного процесса зачастую не дает желаемого эффекта в борьбе с патогенными микроорганизмами и проблема их устойчивости приобретает все большую значимость [5,7]. (В связи с вышеизложенным, особую значимость приобретают сведения о биологических свойствах возбудителей наружных отитов у собак.

Целью настоящего исследования является изучение биологических свойств наиболее часто встречающихся микроорганизмов, выделяемых при наружных отитах у собак – стафилококков.

Для реализации поставленной цели нам необходимо было выделить стафилококки из наружного слухового прохода от больной отитом у собаки и определить их видовую принадлежность.

Материалы и методы

Работа выполнена на базе ветеринарной поликлиники Межкафедрального научного центра ветеринарной медицины и кафедры микробиологии, вирусологии, эпизоотологии и ВСЭ ФГБОУ ВО Ульяновская ГСХА.

В работе были изучен штамм бактерий, выделенный от собаки больной наружным отитом, и находящихся на лечении в ветеринарной поликлинике.

Животное включали в исследование при условии отсутствия применения местных и системных противомикробных препаратов в течение как минимум 2 недель до начала исследования.

Исследуемый материал получали методом смывов с помощью тампона из наружного слухового прохода собак [6].

Для выделения и идентификации микроорганизмов проводили микроскопию и посев материала бактериологическим методом на специальных питательных средах.

Выделение чистой культуры возбудителя осуществляли с учетом его культуральных особенностей галофильности (хорошее развитие в присутствии избыточного содержания поваренной соли при одновременном угнетении прочей микрофлоры), высокой потребности в белках и углеводах. Это достигали путем применения элективных питательных сред, выполняющих одновременно и функции дифференциально-диагностических [3] .

Использовали следующие питательную среды: кровяной МПА, желточно-солевой агар, молочно-солевой агар Петрович, Среду для накопления стафилококкового энтеротоксина.

Идентификациювыделенных чистых культур проводили, используя набор СТАФИтест 16 предназначенный для идентификации широкого ряда стафилококков и родственных грамположительных кокков (Мicrососus, Stomatococcus и др.), согласно инструкции по его применению. Учет результатов идентификации проводили, сопоставляя полученные данные с данными идентифкационной таблицы.

Определение основных показателей вирулентности

Основными показателями вирулентности стафилококков являются гемолитическая активность, выработка фермента плазмокоагулазы и некротоксичность.

При оценке степени патогенности культур широко использовали тесты Гросса. В группу патогенных стафилококков включали бактерии, обладающие (резкой гемолизирующей активностью, свертывающие цитратную плазму в течение 1-2 часов и располагающие выраженными некротизирующими свойствами.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Из исследуемого материала готовили мазки, окрашивали по Граму и микроскопировали. При микроскопии обнаруживали клетки сферические стафилококков, размером 0,5-1,0 мкм, грамположительные, располагаются единично, парами, в виде скоплений неправильной формы, некоторое количество клеток в мазках из тканей было фагоцитировано (рис.1).

Рис. 1. Мазок из смыва с очага воспаления при отите у собаки

Исследуемый материал высевали на следующие питательные среды: кровяной (овечий) агар, молочно-солевой агар, среду Ваird-Рагkег, плотные среды с добавлением на литр среды 15 мг налидиксовой кислоты и 10 мг колистина сульфата, желточно-солевой агар Чистовича.

Посевы, инкубировали в аэробных условиях при 37°С в течение 24-48 часов.

S. hyicus на агаровых средах росли в виде круглых выпуклых, блестящих, непрозрачных колоний, достигали на селективных средах диаметра 4-7 мм, пигмента и гемолиза эритроцитов не образовывали (рис. 2).

Рис. 2 Рост S. hyicus на кровяном агаре

Колонии грамположительных стафилококков после изучения морфологических и тинкториальных свойств отвивали на скошенный МПА и выращивали при температуре 37°С.

Чистые культуры грамположительных кокков изучали на каталазную активность. Для чего использовали культуры 18-20 часового роста.

На колонию микроорганизмов, взятую с поверхности питательной среды и помещенную на предметное стекло, после 30 мин выдержки на воздухе пипеткой наносят каплю 3%-ного раствора перекиси водорода.

При положительном результате через 30-60 с на стекле появлялись пузырьки газа, которые образовались в результате разложения перекиси водорода каталазой, образуемой микроорганизмами.

При выделении пузырьков газа культуры считали каталазоположительными.

Идентификацию стафилококков проводили используя СТАФИтест 16, сравнивая полученные результаты с показателями таблицы 1.

Таблица 1 – Биохимические признаки и другие свойства стафилококков, выделяемых от животных

Набор СТАФИтест 16 предназначен для идентификации широкого ряда стафилококков и родственных грамположительных кокков (Мicrососus, Stomatococcus и др.).

Изучаемый изолят представлял собой грамположительные кокки, расположенные скоплениями, напоминающие виноградные грозди, обладал коагулазной и ДНК-азной активностью, положительно реагировал на щелочную фосфотазу, уреазу , не выделял гемолизин, не образовывал пигмент, не ферментировал манит, мальтозу и эксулин.

Таким образом, по совокупности тинкториально-морфологических, культуральных и ферментативных свойств идентифицированный штамм был отнесен нами к виду Staphylococcushyicus.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Акжигитов А.С. Характеристика микрофлоры наружного слухового прохода у собак при отитах // Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук, 16.02.02, Уфа, 2015, 25 с.

2. Ершов, П. П. Этиологическая значимость дрожжевых грибов рода Malassezia при кожных заболеваниях животных: дис. … канд. вет. наук: 16.00.03 / Ершов Петр Петрович. – М., 2008. – 165 с.

3. Васильев, Д.А. Золотухин, С.Н., Никишина, Н.М. Методы общей бактериологии // Учебно-методическое пособие / Ульяновск, 1998.

4. Зверев, А. Ф. Характеристика Staphylococcus aureus, выделенных от бактерионосителей и разработка способа их санации: автореф. дис. … канд. мед. наук: 03.02.03 / Зверев Александр Федорович. – Оренбург, 2013. – 24 с.

5. Золотухин, С.Н. и др. Изучение чувствительности Escherihia coli 0157 к колифагам / Золотухин, С.Н. Молофеева Н.И., Васильев Д.А., Каврук Л.С.// Вестник Ульяновской государственной сельскохозяйственной академии. 2001. № 1. С. 59-62.

6. Ивченко, О. В. Диагностика малассезиозов животных: дис. … канд. вет. наук: 06.02.02 / Ивченко Олеся Валерьевна. – М., 2010. – 152 с.

7. Cafarcia, C. Association between phospholipase production by Malassezia pachydermatis and skin lesions / C. Cafarcia, D. Otranto // Journal of Clinical Microbiology. – 2004. – Vol. 42. – № 10. – P. 4868–4869.

8. https://www.studfiles.ru/preview/1152667/page:4/

9. Васильева Ю.Б. Зооантропонозные инфекции УМК/ Ю.Б. Васильева, И.И. Богданов – Ульяновск: УГСХА, 2016. – 99 с.

10. Васильева Ю.Б. Интерактивные формы обучения студентов / Ю.Б. Васильева, И.И. Богданов, С.Н. Золотухин, О.Н. Марьина / Материалы научно-методической конференции профессорско-преподавательского состава академии «Инновационные технологии в высшем профессиональном образовании». – 2013. – С. 39-42.

11. Васильева Ю.Б. Эпизоотология и инфекционные болезни животных / Ю.Б. Васильева, И.И. Богданов / Учебное пособие для студентов по специальности “Ветеринарно-санитарная экспертиза” / Ульяновск, 2015.

12. Васильева Ю.Б. Эпизоотология и инфекционные болезни животных / Ю.Б. Васильева, И.И. Богданов / Учебное пособие для студентов по специальности “Ветеринария” / Ульяновск, 2015.

13. Мухин Е.Б. Разработка препарата на основе бактериофагов / Е.Б. Мухин, Ю.Б. Васильева, А.Г. Семанин, А.Г. Загуменнов, Е.И. Суркова / Знания молодых для развития ветеринарной медицины и АПК страны. – 2015. – С. 147-148.

14. Найденова В.А. Инфекции: неизбежность или безответственность? / В.А. Найденова, Ю.Б. Васильева / VII Международная студенческая электронная научная конференция: «Студенческий научный форум – 2015». – Электронное издание. – 2015. – https://www.scienceforum.ru/2015/1064/10921

15. Нафеев А.А. Вопросы эпидемиолого-эпизоотологического надзора за зоонозными инфекциями / А.А. Нафеев, Н.И. Пелевина, Ю.Б. Васильева / Дезинфекционное дело. – 2014. – № 1. – С. 39-43.

16. Нафеев А.А. Зоонозные инфекции, с природной очаговостью, с позиции эпидемиологического и эпизоотологического диагнозов / А.А. Нафеев, Д.А. Васильев,, С.Н. Золотухин, Ю.Б. Васильева / Материалы Международной научно-практической конференции «Актуальные вопросы ветеринарной науки.». – 2015. – С. 50-53.

17. Общая эпизоотология / Ю.Б. Никульшина, А.И. Козин, Д.А. Васильев, Э.А. Афонин. – Ульяновск: УГСХА, 2007. – 209 с.

18. Пирюшова А.Н. Анализ эпизоотической ситуации по карантинным инфекциям / А.Н. Пирюшова, Ю.Б. Васильева / VI Международная студенческая электронная научная конференция: «Студенческий научный форум -2014». Электронное издание. 2014. -https://www.scienceforum.ru/2014/645/5113

19. Пирюшова А.Н. Особо опасные инфекции из-за рубежа / А.Н. Пирюшова, Ю.А. Журавкова, Ю.Б. Васильева / VII Международная студенческая электронная научная конференция: «Студенческий научный форум – 2015». – Электронное издание. – 2015. – https://www.scienceforum.ru/2015/1064/10924

20. Пульчеровская Л.П. Организация самостоятельной работы студентов при изучении клинических дисциплин кафедры МВЭ и ВСЭ / Л.П. Пульчеровская, Н.И. Молофеева, Ю.Б. Васильева, Д.А. Васильев / Материалы научно-методической конференции профессорско-преподавательского состава академии «Инновационные технологии в высшем профессиональном образовании». – 2015. – С. 144-146.

8

(): G. Zur, B. Lifshitz, T. Bdolah-Abram
: 3 – 2013

..

:

–

: , , , , ()

: 149

: (-, , – .) (˂0, 001). , – , , -, , , (=0,034). (=0,01), (=0,028). , , (=0,004), , Malassezia spp. (=0,098). , , , . .

Summary

OBJECTIVE: to determine whether associations exist between pathogens, allergies, conformational abnormalities, endocrinopathies and alment in canine otitis externa (OE).

METHODS: medical records of 149 dogs which met predetermined inclusion criteria were evaluated retrospectively. Correlations between pathogens and the presence of allergy, endocrinopathy, conformational abnormalities and alment were evaluated istically.

RESULTS: the shar-pei, German shepherd and cocker spaniel breeds were over-represented compared with the hospital’s breed distribution (P<0,001). German shepherd dogs and cocker spaniels were istically more prone to infection with rod-shaped organisms and Labrador retrievers less than other breeds (P=0,034). Almost all dogs that were older than five years when diagnosed with OE had cocci (P=0,01) and also had higher levels of rods (P=0,028). The incidence of rods was higher in endocrinopathies (P=0,004), while that of Malassezia spp. tended to be higher in allergies (P=0,098). There were no istically ificant differences among the groups for all the other parameters examined.

CLINICAL IFICANCE: OE infection is usually not influenced by primary causes or predisposing factors. Endocrinopathies may be followed by a more severe otitis, however. OE may be more severe when it affects older dogs.

:

, , ,

Key words:

canine otitis externa, allergies, conformational abnormalities, predisposing factors

() – , 10 20% (Scott, 2001). , , . 55% , 3-5% (Griffin De Boer, 2001). 80% « » , , 25% (Rosser, 1993). , , , (, ), , (Rosser, 2004).

. – . , . – , – – , (Muller, 1990; Carloti, 1991; Huang,1999; Scott, 2001; Angus , 2002; Yoshida , 2002; Rosser, 2004).

, ( ) (August,1988; Rosser, 2004). , , , Staphylococcusintermedius ( Staphylococcuspseudintermedius), Pseudomonasaeruginosa Proteus species, Malasseziapachydermatis (Blue Wooley, 1977; Cole , 1998; Scott, 2001; Graham-Mize Rosser, 2004). , , , (Scott, 2001; Rosser, 2004). , (Graham-Mize Rosser, 2004).

, , , , , .

430 , 1999 2004 . , (Zur Lifshitz, 2008).

: , . .

. , . , (Scott, 2001): , 8-12 . (Willemse, 1986).

, . (Zerbe, 2000, Feldman Richard, 2004).

, , -, , (August, 1988, Carlotti, 1991, Scott, 2001, Yoshida 2002), (.., – , 10 ), , . , , , .

(, ). , . , -®(Jorgensen Laboratories). (1000), , : 0 – , 1 – 1 5 (1000), 2 – 6 10, 3 – 11 30, 4 – 30. 10 . . . , , , . , , .

, , (Kimron Veterinary Institute) .

, . , , . , , : , , .

-. ( < 0,05) (PASW istics, 18, 2010).

, (117 , 78,5%) (23 , 15,4%). (6,1%). Malassezia spp. , (111 , 74,5%; 107 , 71,8% 78 , 52,3%, ). 39 (26,3%) , Malassezia spp. 33 (21,1%) 29 (19,5%) – .

6 30 , 30 ( 1), , , .

1.

: (+) 1 5 1000, (++) 6 10 , (+++) 11 30, (++++) 30.

, , S. seudintermedius, . , , Malassezia spp. (76,9% 71,8% ) , (50,4%) ( 2).

2. (, ).

, , , (P=0,004). Malassezia spp. (P=0,098), , Malassezia spp. , ( 7% , Malassezia spp.).

3 4.

3. ,

4.

, , (=0,34). (<0,001) , : -, – . ( ), – (9 10) , , – 4 16 ( 3). .

/ , 80 (53,7%) 69 (46,3%) , 65,6% .

, , : 46 (30,9%) , 75 (50,3%) 28 (18,8%) . (26 28) (=0,01). . ( 5 ), Malassezia spp. ( 4). , (=0,028).

, ,

(Rosser 1993, 2004, Huang and Huang 1999, Griffin DeBoer 2001, Angus 2002) .

, Malassezia spp. , . (Saridomichelakis , 2007). , . , (.., , Malassezia spp.). 33 , , , (Graham-Mize Rosser, 2004). , Malassezia spp. , Malassezia spp. (Zur , 2002). , Malassezia spp. , (DeBoer Marsella, 2001). , , Malassezia, , 100 ; , (Saridomichelakis , 2007).Malassezia (Bernard , 1998, Cafarchia , 2005). (Bernard , 1998, Cafarchia , 2005). , , . , .

, , Malassezia. , .

, , – – . , (Muller, 1990, Huang, 1999, Yoshida , 2002, Rosser, 2004). , , . , -, , , , , (Saridomichelakis , 2007). , . -, , . , – , , , . , , (Zur , 2002). , , , . , Malassezia spp. . Malassezia spp. , , Malassezia spp. , (Girao , 2006). Malassezia spp. ( ). , , Malassezia spp., , Malassezia spp. . , Malassezia spp. , (Scott, 2001). , , , . . , .

, . , . , , . , , , , .

1. Angus J. C., Lichtensteiger C., Campbell K. L. & Schaeffer D. J. (2002) Breed variations in histopathologic features of chronic severe otitis externa in dogs: 80 cases (1995-2001). Journal of the American Veterinary Medical Association 221, 10001006
2. August J. R. (1988) Otitis externa. A disease of multifactorial etiology. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice 18, 731742
3. Bernard F. M., Martins H. M. & Martins M. L. (1998) A survey of mycotic otitis externa of dogs in Lisbon. Revista Iberoamericana de Micologia 15, 163165
4. Blue J. L. & Wooley R. E. (1977) Antibacterial sensitivity patterns of bacteria isolated from dogs with otitis externa. Journal of the American Veterinary Medical Association 171, 362363
5. Cafarchia C., Gallo S., Capelli G. & Otranto D. (2005) Occurrence and population size of Malassezia spp. in the external ear canal of dogs and cats both healthy and with otitis. Mycopathologia 160, 143149
6. Carloti D. (1991) Diagnosis and medical treatment of otitis externa in dogs and cats. Journal of Small Animal Practice 32, 394400
7. Carlotti D. (1991) Diagnosis and medical treatment of otitis externa in dogs and cats. Journal of Small Animal Practice 32, 394400
8. Cole L. K., Kwochka K. W.., Kowalski J. J. & Hillier A. (1998) Microbial flora and antimicrobial susceptibility patterns of isolated pathogens from the horizontal ear canal and middle ear in dogs with otitis . Journal of the American Veterinary Medical Association 212, 534538
9. DeBoer D. J. & Marsella R. (2001) The ACVD task force on canine atopic dermatitis (XII): the relationship of cutaneous infections to the pathogenesis and clinical course of canine atopic dermatitis. Veterinary Immunology and Immunopathology 81, 239249
10. Feldman E. C. & Richard N. (2004) Hypothyroidism In: Canine and Feline Endocrinology and Reproduction. 3rd edn. Eds N.Richard and E. C.Feldman. W. B. Saunders, St Louis, MO, USA. pp 86151
11. Girao M. D., Prado M. R., Brilhante R. S., Cordeiro R. A., Monteiro A. J., Sidrim J. J. & Rocha M. F. (2006) Malassezia pachydermatis isolated from normal and diseased external ear canals in dogs: a comparative analysis. The Veterinary Journal. 172, 544548
12. Graham-Mize C. A. & Rosser E. J. Jr. (2004) Comparison of microbial isolates and susceptibility patterns from the external ear canal of dogs with otitis externa. Journal of the American Animal Hospital Association. 40, 102108
13. Griffin C. E. & DeBoer D. J. (2001) The ACVD task force on canine atopic dermatitis (XIV): clinical manifeions of canine atopic dermatitis. Veterinary Immunology and Immunopathology. 81, 255269
14. Huang H. P. & Huang H. M. (1999) Effects of ear type, sex, age, body weight, and climate on temperatures in the external acoustic meatus of dogs. American Journal of Veterinary Re. 60, 11731176
15. Kiss G., Radvanyi S. & Szigeti G. (1997) New combination for the therapy of canine otitis externa. I. Microbiology of otitis externa. Journal of Small Animal Practice . 38, 5156
16. Muller G. H. (1990) Skin diseases of the Chinese Shar-Pei.Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. 20, 16551670
17. Rosser E. J., Jr. (1993) Diagnosis of food allergy in dogs. Journal of the American Veterinary Medical Association. 203, 259262
18. Rosser E. J., Jr. (2004) Causes of otitis externa. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. 34, 459468
19. Saridomichelakis M. N., Farmaki R., Leontides L. S. & Koutinas A. F. (2007) Aetiology of canine otitis externa: a retrospective study of 100 cases. Veterinary Dermatology. 18, 341347
20. Saridomichelakis M. N., Koutinas A. F., Gioulekas D. & Leontidis L. (1999) Canine atopic dermatitis in Greece: clinical observations and the prevalence of positive intradermal test reactions in 91 spontaneous cases. Veterinary Immunology and Immunopathology. 69, 6173
21. Scott D. W., Miller W. H. & Griffin C. E. (2001) Diseases of the eyelids, claws, anal sacs and ears. In: Miller and Kirk’s Small Animal Dermatology. W. B. Saunders, Philadelphia, PA, USA. pp 11851236
22. Scott D. W., Miller W. H. & Griffin C. E.(2001) Skin immune system and allergic skin disease. In: Miller and Kirks Small Animal Dermatology. W.B. Saunders, Philadelphia, PA, USA. pp.543666
23. Willemse T. (1986) Atopic skin disease: a review and reconsideration of diagnostic criteria. Journal of Small Animal Practice. 27, 771778
24. Yoshida N., NaitoF. & Fukata T. (2002) Studies of certain factors affecting the microenvironment and microflora of the external ear of the dog in health and disease. The Journal of Veterinary Medical Science.64, 11451147
25. Zerbe C. (2000) Screening tests to diagnose hyperadrenocorticism in cats and dogs. Compendium on Continuing Education for the Practicing Veterinarian. 22, 1731
26. Zur G., Ihrke P. J., White S. D. & Kass P. H. (2002) Canine atopic dermatitis: a retrospective study of 266 cases examined at the University of California, Davis, 19921998. Part I. Clinical features and allergy testing results. Veterinary Dermatology.13, 89102
27. Zur G. & Lifshitz B. (2008) The relationship between primary/predisposing factors and secondary causes in canine otitis externa (abstract). Veterinary Dermatology .10 (Suppl 1), 31